Centre national de référence des Francisella

Informations principales

Site / Etablissement : Institut de biologie et pathologies

Chef de service : Pr Max Maurin

Pôle d'appartenance : Pôle de Biologie et de Pathologie

Description du service

Le centre national de référence des Francisella répond à plusieurs missions :

  • Expertise diagnostique des cas humains de tularémie (sérologie, culture, PCR, séquençage)
  • Identification et typage des souches de Francisella tularensis ou d’autres espèces de Francisella
  • Veille épidémiologique de la tularémie en France
  • Alerte lors de cas groupés ou inhabituels
  • Conseils diagnostiques ou thérapeutiques
  • Conservation des isolats cliniques (selon le cadre réglementaire lié à la détention et à la mise en œuvre des MOT)
  • Développement d’une recherche fondamentale et appliquée

L’envoi de prélèvements cliniques ou de souches bactériennes au CNR pour expertise/confirmation de ces de tularémie doit être réalisé selon une procédure conforme à la réglementation en vigueur.

Francisella tularensis est un cocco-bacille à Gram négatif, hautement infectieux chez l’homme, et fait partie de la liste des MOT (microorganismes et toxines) définie par l’arrêté du 26 avril 2023 fixant la liste des microorganismes et toxines (MOT) hautement pathogènes. Il s’agit de l’agent responsable de la tularémie, zoonose limitée à l’hémisphère Nord, à l’exception de très rares cas décrits récemment en Tasmanie. Deux sous-espèces sont responsables des infections humaines : 

  • F. tularensis susbp. holarctica qui existe dans tout l’hémisphère Nord (souches de type B, bactérie de classe 2 mais soumise à la règlementation MOT)
  • F. tularensis subsp. tularensis, plus virulente, dont la répartition géographique est limitée à l’Amérique du Nord (souche de type A, bactérie pathogène de classe 3 nécessitant une culture en laboratoire P3, soumise à la règlementation MOT et agent potentiel de bioterrorisme de la classe A des CDC aux USA).

Le réservoir naturel de F. tularensis comprend de nombreux animaux sauvages (lagomorphes et petits rongeurs en particulier), mais sa transmission peut être liée à des arthropodes et à un environnement contaminé. Les animaux domestiques et familiers peuvent être occasionnellement infectés. L’homme peut s’infecter :

  • au contact du réservoir animal (inoculation cutanée, ingestion, inhalation d’aérosols)
  • par l’intermédiaire d’arthropodes vecteurs : morsures/piqûres de tiques, plus rarement de moustiques ou taons dans certaines régions (pays Scandinaves, Amérique du Nord, …) 
  • à partir de l’environnement (eau, sols humides) où la bactérie peut survivre plusieurs mois.

En France, la tularémie est une maladie rare mais sa fréquence a doublé depuis dix ans, avec environ 43 cas/an identifiés entre 2002-2012 mais plus de 100 cas/an notifiés à Santé Publique France depuis 2018. En particulier, une forte augmentation des formes pulmonaires (26 % en 2021 vs 10% de 2002 à 2012) par rapport aux autres formes cliniques de tularémie a été constatée depuis 2018. Depuis quelques années, les cas semblent particulièrement concentrés dans l’Ouest de la France, avec des cas sporadiques dans les autres régions à l’exception de la Corse.
La tularémie est relativement fréquente dans les pays scandinaves (Suède, Norvège, Finlande) et sa ré-émergence est constatée en Turquie où la forme oropharyngée prédomine. Elle est rare dans le reste de l’hémisphère nord, mais son incidence semble en augmentation. Plusieurs épidémies ont été décrites au cours des deux dernières décennies, en Amérique du Nord (Etats-Unis), en Asie (Turquie, Chine, Japon) et en Europe (Suède, Kosovo, Bulgarie, Allemagne, Espagne, France). 
L’incubation de la maladie est habituellement courte (3 à 5 jours) mais peut s’étendre jusqu’à 3 semaines. On distingue classiquement 6 formes cliniques déterminées en grande partie par la porte d’entrée des bactéries : les formes ulcéro-ganglionnaire et ganglionnaire (adénopathie locorégionale dans le territoire de drainage lymphatique d’un site d’inoculation cutané, avec ou sans escarre cutané d’inoculation), la forme oculo-ganglionnaire (conjonctivite avec adénopathie locorégionale après inoculation conjonctivale ; syndrome oculo-ganglionnaire de Parinaud), la forme oro-pharyngée (pharyngite avec adénopathie cervicale, parfois signes digestifs, après contamination orale), la forme pulmonaire (pleuro-pneumonie après contamination par inhalation ou par voie hématogène, adénopathie médiastinales ou hilaires) et la forme typhoïdique (forme bactériémique sans porte d’entrée identifiée).

Le diagnostic de tularémie est le plus souvent confirmé par la sérologie, les anticorps apparaissant 10 à 15 jours après le début des signes cliniques. Les techniques et antigènes utilisés sont cependant peu standardisés. Des techniques de type ELISA sont disponibles. Elles présentent une forte sensibilité mais des réactions croisées sont possible et il convient de confirmer un résultat positif par une technique d’immunofluorescence ou de micro-agglutination. Nous utilisons au CNR une technique de de chimiluminescence pour le dépistage (Virclia), suivie d’une technique de confirmation par immunofluorescence indirecte (IF-IgM et IF-IgG) dont la spécificité est forte, à partir d’un antigène de production locale (souche de F. tularensis subsp. holarctica). Les critères d’interprétation du CNR des Francisella sont les suivants :

  • Cas certain : Tableau clinique et épidémiologique compatible associé à une culture positive à Francisella tularensis à partir de prélèvements cliniques OU une PCR spécifique positive OU une multiplication par 4 au moins du titre d’anticorps OU une séroconversion entre un sérum prélevé en phase aiguë et un sérum prélevé 15 jours plus tard ou en phase de convalescence
  • Cas probable : Tableau clinique et épidémiologique compatible ET sérologie isolée avec un titre IgG et/ou IgM ≥ 160

Les réactions sérologiques croisées sont rares (classiquement Brucella melitensis, Yersinia enterocolitica O:9, Proteus vulgaris OX19, etc.). Il est important malgré tout de prélever deux sérums à au moins deux semaines d’intervalle pour mettre en évidence une séroconversion ou une multiplication par 4 au moins des titres sérologiques. Les tests sérologiques sont habituellement négatifs chez les patients consultant précocement du fait de douleurs intenses (conjonctivite, pharyngite) ou de symptômes sévères d’évolution rapide.

L’isolement en culture de F. tularensis est rare, le plus souvent fortuit. Il est le plus souvent obtenu à partir d’hémocultures chez des patients présentant une forme pulmonaire ou typhoïdique. Les techniques moléculaires sont particulièrement utiles pour confirmer le diagnostic en phase aiguë de la maladie, avant l’apparition des anticorps spécifiques (ex. conjonctivite, pharyngite), ou lors des formes cliniquement peu spécifiques et/ou chroniques. Ainsi, au cours des adénopathies chroniques, la PCR sur tissu ganglionnaire présente une sensibilité de 80-90% versus 5-10% pour la culture. Ces techniques permettent également de définir rapidement la sous-espèce en cause soit à partir d’une souche isolée soit directement à partir de prélèvements cliniques. L’isolement d’une souche de type A en France évoquerait un cas importé de tularémie voire une utilisation malveillante de la bactérie.

La réalisation d’un antibiogramme des souches isolées n’est pas nécessaire en routine. Il n’existe pas à ce jour de résistance acquise aux antibiotiques utilisés en première ligne au cours de la tularémie (gentamicine, ciprofloxacine, lévofloxacine, doxycycline). Le CNR réalise une surveillance de cette résistance de façon à vérifier l’absence d’apparition de résistances acquises, d’où l’importance de l’envoi des souches et des prélèvements suspectés de tularémie au CNR. 
Le traitement des formes habituelles de tularémie, de gravité faible à modérée, repose sur l’administration d’une fluoroquinolone (privilégier la ciprofloxacine ou la lévofloxacine qui présentent les CMI les plus basses) ou de doxycycline pendant 3 semaines. Les fluoroquinolones sont à privilégier pour les formes modérées. La doxycycline est utilisable dans les formes mineures ou en cas d’allergie ou de contre-indication aux fluoroquinolones (échec thérapeutique plus fréquent en cas de traitement par doxycycline, notamment en cas de traitement inférieur à 3 semaines ou d’instauration tardive ou en présence d’adénopathies suppurées). La doxycycline est contre-indiquée chez les enfants. La streptomycine n’étant plus disponible, la gentamicine est préconisée seule ou en association lors des formes graves.

  • Forme grave : Gentamicine
    • Adulte : 5 mg/Kg/j divisés en deux doses, avec suivi des concentrations plasmatiques pendant 10 jours, voire plus selon la réponse clinique au traitement
    • Enfant : 5-6 mg/Kg/j divisés en 2 à 3 doses, avec suivi des concentrations plasmatiques pendant 10 jours minimum
  • Cas modérés à mineurs : Ciprofloxacine ou Doxycycline
    • Adulte : 
      • Ciprofloxacine : 800-1000 mg/j divisés en deux doses pendant 10-14 jours
      • Doxycycline : 200 mg/j divisés en deux doses, pendant au minimum 15 jours en raison de la nature bactériostatique de cet antibiotique
    • Enfant :
      • Ciprofloxacine : 15 mg/Kg x 2/jour (maximum 1g/j) pendant au minimum 10 jours

Le traitement des formes chroniques (ex. adénopathies chroniques) ou survenant sur terrain particulier (enfant, femme enceinte) est mal codifié. En cas de délai diagnostique supérieur à trois semaines, un traitement prolongé peut s’avérer nécessaire. La chirurgie d’exérèse ganglionnaire demeure fréquemment essentielle pour obtenir la guérison en cas de suppuration ganglionnaire avec ou sans fistulisation cutanée.

Publications internationales
  • 44: Abdellahoum Z, Nebbak A, Lafri I, Kaced A, Bouhenna MM, Bachari K, Boumegoura A, Agred R, Boudchicha RH, Smadi MA, Maurin M, Bitam I. Identification of Algerian field-caught mosquito vectors by MALDI-TOF MS. Vet Parasitol Reg Stud Reports. 2022 Jun;31:100735. doi: 10.1016/j.vprsr.2022.100735. 
  • 43: Kazemzadeh K, Hajj Chehade M, Hourdoir G, Brunet CD, Caspar Y, Loiseau L, Barras F, Pierrel F, Pelosi L. The Biosynthetic Pathway of Ubiquinone Contributes to Pathogenicity of Francisella novicida. J Bacteriol. 2021 Nov 5;203(23):e0040021. doi: 10.1128/JB.00400-21. 
  • 42: Brunet CD, Hennebique A, Peyroux J, Pelloux I, Caspar Y, Maurin M. Presence of Francisella tularensis subsp. holarctica DNA in the Aquatic Environment in France. Microorganisms. 2021 Jun 28;9(7):1398. doi: 10.3390/microorganisms9071398. 
  • 41: Zeggay A, Anxionnat R, Chirouze C, Plésiat P, Jeannot K, Caspar Y, Potron A. An unusual digestive infection due to Francisella tularensis: A case report. Infect Dis Now. 2021 Nov;51(8):680-682. doi: 10.1016/j.idnow.2021.02.001. 
  • 40: Esmaeili S, Rohani M, Ghasemi A, Gouya MM, Khayatzadeh S, Mahmoudi A, Ahangari Cohan H, Johansson A, Maurin M, Mostafavi E. Francisella tularensis human infections in a village of northwest Iran. BMC Infect Dis. 2021 Mar 31;21(1):310. doi: 10.1186/s12879-021-06004-y. 
  • 39: Kevin M, Girault G, Caspar Y, Cherfa MA, Mendy C, Maurin M, Ponsart C, Madani N. High-resolution melting PCR assay as a powerful tool for the epidemiological surveillance of tularemia in Western Europe. Infect Genet Evol. 2021 Jun;90:104741. doi: 10.1016/j.meegid.2021.104741. 
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  • 32: Sutera V, Hennebique A, Lopez F, Fernandez N, Schneider D, Maurin M. Genomic trajectories to fluoroquinolone resistance in Francisella tularensis subsp. holarctica live vaccine strain. Int J Antimicrob Agents. 2020 Dec;56(6):106153. doi: 10.1016/j.ijantimicag.2020.106153. 
  • 31: Siebert C, Mercier C, Martin DK, Renesto P, Schaack B. Physicochemical Evidence that Francisella FupA and FupB Proteins Are Porins. Int J Mol Sci. 2020 Jul 31;21(15):5496. doi: 10.3390/ijms21155496. 
  • 30: Regoui S, Hennebique A, Girard T, Boisset S, Caspar Y, Maurin M. Optimized MALDI TOF Mass Spectrometry Identification of Francisella tularensis Subsp. holarctica. Microorganisms. 2020 Jul 28;8(8):1143. doi: 10.3390/microorganisms8081143. 
  • 29: Kevin M, Girault G, Caspar Y, Cherfa MA, Mendy C, Tomaso H, Gavier-Widen D, Escudero R, Maurin M, Durand B, Ponsart C, Madani N. Phylogeography and Genetic Diversity of Francisella tularensis subsp. holarctica in France (1947-2018). Front Microbiol. 2020 Mar 4;11:287. doi: 10.3389/fmicb.2020.00287. 
  • 28: Siebert C, Villers C, Pavlou G, Touquet B, Yakandawala N, Tardieux I, Renesto P. Francisella novicida and F. philomiragia biofilm features conditionning fitness in spring water and in presence of antibiotics. PLoS One. 2020 Feb 5;15(2):e0228591. doi: 10.1371/journal.pone.0228591. 
  • 27: Esmaeili S, Bagheri Amiri F, Mokhayeri H, Kayedi MH, Maurin M, Rohani M, Mostafavi E. Seroepidemiological study of Q fever, brucellosis and tularemia in butchers and slaughterhouses workers in Lorestan, western of Iran. Comp Immunol Microbiol Infect Dis. 2019 Oct;66:101322. doi: 10.1016/j.cimid.2019.06.003. 
  • 26: Hennebique A, Boisset S, Maurin M. Tularemia as a waterborne disease: a review. Emerg Microbes Infect. 2019;8(1):1027-1042. doi: 10.1080/22221751.2019.1638734. 
  • 25: Esmaeili S, Ghasemi A, Naserifar R, Jalilian A, Molaeipoor L, Maurin M, Mostafavi E. Epidemiological survey of tularemia in Ilam Province, west of Iran. BMC Infect Dis. 2019 Jun 7;19(1):502. doi: 10.1186/s12879-019-4121-1. 
  • 24: Siebert C, Lindgren H, Ferré S, Villers C, Boisset S, Perard J, Sjöstedt A, Maurin M, Brochier-Armanet C, Couté Y, Renesto P. Francisella tularensis: FupA mutation contributes to fluoroquinolone resistance by increasing vesicle secretion and biofilm formation. Emerg Microbes Infect. 2019;8(1):808-822. doi: 10.1080/22221751.2019.1615848. 
  • 23: Pérard J, Nader S, Levert M, Arnaud L, Carpentier P, Siebert C, Blanquet F, Cavazza C, Renesto P, Schneider D, Maurin M, Coves J, Crouzy S, Michaud-Soret I. Structural and functional studies of the metalloregulator Fur identify a promoter-binding mechanism and its role in Francisella tularensis virulence. Commun Biol. 2018 Jul 17;1:93. doi: 10.1038/s42003-018-0095-6. 
  • 22: Caspar Y, Hennebique A, Maurin M. Antibiotic susceptibility of Francisella tularensis subsp. holarctica strains isolated from tularaemia patients in France between 2006 and 2016. J Antimicrob Chemother. 2018 Mar 1;73(3):687-691. doi: 10.1093/jac/dkx460. 
  • 21: Yanes H, Hennebique A, Pelloux I, Boisset S, Bicout DJ, Caspar Y, Maurin M. Evaluation of In-House and Commercial Serological Tests for Diagnosis of Human Tularemia. J Clin Microbiol. 2017 Dec 26;56(1):e01440-17. doi: 10.1128/JCM.01440-17. 
  • 20: Sutera V, Hoarau G, Renesto P, Caspar Y, Maurin M. In vitro and in vivo evaluation of fluoroquinolone resistance associated with DNA gyrase mutations in Francisella tularensis, including in tularaemia patients with treatment failure. Int J Antimicrob Agents. 2017 Sep;50(3):377-383. doi: 10.1016/j.ijantimicag.2017.03.022. 
  • 19: Calin R, Caumes E, Reibel F, Ali Mohamed A, Brossier F, Foltz V, Boussouar S, Fautrel B, Maurin M, Katlama C, Pourcher V. Severe glandular tularemia in a patient treated with anti-tumour necrosis factor for psoriatic arthritis. Int J Infect Dis. 2017 Jul;60:1-3. doi: 10.1016/j.ijid.2017.04.014. 
  • 18: Caspar Y, Maurin M. Francisella tularensis Susceptibility to Antibiotics: A Comprehensive Review of the Data Obtained In vitro and in Animal Models. Front Cell Infect Microbiol. 2017 Apr 11;7:122. doi: 10.3389/fcimb.2017.00122. 
  • 17: Caspar Y, Siebert C, Sutera V, Villers C, Aubry A, Mayer C, Maurin M, Renesto P. Functional Characterization of the DNA Gyrases in Fluoroquinolone- Resistant Mutants of Francisella novicida. Antimicrob Agents Chemother. 2017 Mar 24;61(4):e02277-16. doi: 10.1128/AAC.02277-16. 
  • 16: Wurtz N, Papa A, Hukic M, Di Caro A, Leparc-Goffart I, Leroy E, Landini MP, Sekeyova Z, Dumler JS, Bădescu D, Busquets N, Calistri A, Parolin C, Palù G, Christova I, Maurin M, La Scola B, Raoult D. Survey of laboratory-acquired infections around the world in biosafety level 3 and 4 laboratories. Eur J Clin Microbiol Infect Dis. 2016 Aug;35(8):1247-58. doi: 10.1007/s10096-016-2657-1. 
  • 15: Guerpillon B, Boibieux A, Guenne C, Ploton C, Ferry T, Maurin M, Forestier E, Dauwalder O, Manipoud P, Ltaïef-Boudrigua A, Gürkov R, Vandenesch F, Bouchiat C. Keep an Ear Out for Francisella tularensis: Otomastoiditis Cases after Canyoneering. Front Med (Lausanne). 2016 Mar 3;3:9. doi: 10.3389/fmed.2016.00009. 
  • 14: Pérard J, Covès J, Castellan M, Solard C, Savard M, Miras R, Galop S, Signor L, Crouzy S, Michaud-Soret I, de Rosny E. Quaternary Structure of Fur Proteins, a New Subfamily of Tetrameric Proteins. Biochemistry. 2016 Mar 15;55(10):1503-15. doi: 10.1021/acs.biochem.5b01061. 
  • 13: Maurin M, Gyuranecz M. Tularaemia: clinical aspects in Europe. Lancet Infect Dis. 2016 Jan;16(1):113-124. doi: 10.1016/S1473-3099(15)00355-2. 
  • 12: Briere M, Kaladji A, Douane F, Breux JP, Touroult-Jupin P, Boisset S, Edouard S, Biron C, Boutoille D. Francisella tularensis aortitis. Infection. 2016 Apr;44(2):263-5. doi:
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  • 11: Zargar A, Maurin M, Mostafavi E. Tularemia, a re-emerging infectious disease in Iran and neighboring countrie. Epidemiol Health. 2015 Feb 22;37:e2015011. doi: 10.4178/epih/e2015011. 
  • 10: Maurin M. Francisella tularensis as a potential agent of bioterrorism? Expert Rev Anti Infect Ther. 2015 Feb;13(2):141-4. doi: 10.1586/14787210.2015.986463. 
  • 9: Maurin M. New anti-infective strategies for treatment of tularemia. Front Cell Infect Microbiol. 2014 Aug 19;4:115. doi: 10.3389/fcimb.2014.00115. 
  • 8: Esmaeili S, Esfandiari B, Maurin M, Gouya MM, Shirzadi MR, Amiri FB, Mostafavi E. Serological survey of tularemia among butchers and slaughterhouse workers in Iran. Trans R Soc Trop Med Hyg. 2014 Aug;108(8):516-8. doi: 10.1093/trstmh/tru094. 
  • 7: Boisset S, Caspar Y, Sutera V, Maurin M. New therapeutic approaches for treatment of tularaemia: a review. Front Cell Infect Microbiol. 2014 Mar 28;4:40. doi: 10.3389/fcimb.2014.00040. 
  • 6: Sutera V, Caspar Y, Boisset S, Maurin M. A new dye uptake assay to test the activity of antibiotics against intracellular Francisella tularensis. Front Cell Infect Microbiol. 2014 Mar 18;4:36. doi: 10.3389/fcimb.2014.00036. 
  • 5: Caspar Y, Sutera V, Boisset S, Denis JN, Maurin M. Bis-indolic compounds as potential new therapeutic alternatives for tularaemia. Front Cell Infect Microbiol. 2014 Feb 27;4:24. doi: 10.3389/fcimb.2014.00024. 
  • 4: Sutera V, Levert M, Burmeister WP, Schneider D, Maurin M. Evolution toward high-level fluoroquinolone resistance in Francisella species. J Antimicrob Chemother. 2014 Jan;69(1):101-10. doi: 10.1093/jac/dkt321. 
  • 3: Dentan C, Pavese P, Pelloux I, Boisset S, Brion JP, Stahl JP, Maurin M. Treatment of tularemia in pregnant woman, France. Emerg Infect Dis. 2013 Jun;19(6):996-8. doi: 10.3201/eid1906.130138. 
  • 2: Maurin M, Pelloux I, Brion JP, Del Banõ JN, Picard A. Human tularemia in France, 2006-2010. Clin Infect Dis. 2011 Nov;53(10):e133-41. doi: 10.1093/cid/cir612. 
  • 1: Gestin B, Valade E, Thibault F, Schneider D, Maurin M. Phenotypic and genetic characterization of macrolide resistance in Francisella tularensis subsp. holarctica biovar I. J Antimicrob Chemother. 2010 Nov;65(11):2359-67. doi: 10.1093/jac/dkq315.
Publications nationales
  • 2 : Masson C, Maurin M, Caspar Y, Bicout DJ. 2015. Relations entre formes cliniques de la tularémie et cycles de transmission de Francisella tularensis. Epidémiologie et Santé Animale.
  • 1: Mailles A, Madani N, Maurin M, Garin-Bastuji B, Vaillant V. [Unexpected increase of human and animal tularemia cases during winter 2007/2008 in France: Emergence or short-lasting episode?]. Med Mal Infect. 2010;40(5):279-84. doi: 10.1016/j.medmal.2009.11.006.
Thèses

Prises en charge proposées

Le CNR des Francisella assure et réalise diverses analyses : 

  • le diagnostic sérologique de la tularémie
  • le diagnostic moléculaire (PCR) de la tularémie sur échantillon biologique
  • l'isolement de souches de Francisella à partir de prélèvements humains et la conservation des souches
  • l’identification et le typage des souches de Francisella 
  • la surveillance de la virulence et de la résistance des souches isolées en France

Merci de joindre systématiquement à vos envois la fiche de demande d’analyses complétée

Adresse d’envoi :

CENTRE NATIONAL DE REFERENCE DES FRANCISELLA 
CHU Grenoble Alpes
Laboratoire de Bactériologie-Hygiène hospitalière, 
Institut de Biologie et Pathologie (3ème étage)
Boulevard de la Chantourne
38700 LA TRONCHE

L’envoi au CNR doit être réalisé dans les conditions suivantes :

  • Sérologies : envoi de sérum (tube sec). Transport à 4°C. Matière biologique, Catégorie B, UN3373.
  • Prélèvements pour analyse par PCR et culture : envoi de prélèvement(s) clinique(s) (tube ou pot stérile) Transport à 4°C. Matière biologique, Catégorie B, UN3373.
  • Prélèvements inclus en bloc de paraffine : si aucun autre échantillon n’est disponible, le CNR accepte les prélèvements inclus en bloc de paraffine pour analyse par PCR uniquement. Transport à température ambiante. Matière biologique, Catégorie B, UN3373.
  • Extraits d’ADN : il est possible de nous adresser vos extraits d’ADN pour recherche d’ADN de Francisella ou confirmation d’un diagnostic fortuit par PCR 16S par exemple. Transport à température ambiante. Matière biologique, Catégorie B, UN3373.

L’envoi au CNR doit être réalisé dans les conditions suivantes :

  • Souche non formellement identifiée ou identifiée uniquement par technique biochimique :
    • Envoi d’une culture datant de moins de 48h sur gélose de type PVX ou envoi de la souche ensemencée sur Eswab avec milieu de transport. Transport à 4°C. Matière biologique, Catégorie B, UN3373.
    • Après confirmation de la réception de la souche et de sa viabilité au CNR et en cas de confirmation de F. tularensis, cette souche devra être détruite si votre laboratoire ne dispose pas des agréments autorisant la détention de ce type de souches dans le cadre de la réglementation en vigueur concernant les micro-organismes et toxines (MOT).
    •  
  • Envoi d’une souche de Francisella tularensis identifiée par MALDI-TOF ou PCR 16S :

L'envoi de souche formellement identifiée Francisella tularensis au CNR doit être réalisé dans le cadre de la réglementation en vigueur concernant les MOT avec demande d’Autorisation de Cession et de Transport de souches à l’ANSM : envoi d’une culture datant de moins de 48h sur gélose PVX ou envoi de la souche ensemencée sur Eswab avec milieu de transport. Envoi en triple emballage. Matière biologique, Catégorie A, UN2914.  Transport à 4°C, par un transporteur agréé.

Note : les bases de données actuelles de spectrométrie de masse MALDI-TOF ou le séquençage de l’ARN16S ne permettant pas une distinction fiable entre toutes les espèces et sous-espèces de Francisella, l’identification définitive d’une souche de Francisella et le typage de la sous-espèce d’une souche de F. tularensis doivent être confirmée au CNR. A noter qu’au sein de l’espèce F. tularensis, seule la sous-espèce holarctica a été identifiée à ce jour en Europe.

En 2022, le délai moyen de restitution des résultats du CNR des Francisella était évalué à :

  • 4 jours en moyenne pour les tests de screening sérologiques par chimiluminescence
  • 4 jours en moyenne pour les tests de confirmation sérologiques par immunofluorescence (soit 8 jours en moyenne pour la confirmation d’un sérum de statut inconnu)
  • 5 jours en moyenne pour un résultat de PCR positive (résultat partiel communiqué par téléphone). Le compte-rendu final incluant la réalisation d’une culture est d’environ 2 à 3 semaines.
  • 11 jours en moyenne pour un résultat de PCR et de culture négatives.

Arrêté du 26 avril 2023 fixant la liste des microorganismes et toxines (MOT) hautement pathogènes 

Arrêté du 11 juin 2013 modifiant l'arrêté du 23 janvier 2013 relatif aux règles de bonnes pratiques tendant à garantir la sécurité et la sûreté biologiques mentionnées à l'article R. 5139-18 du code de la santé publique

Au 1er janvier 2022 est entré en vigueur l’arrêté MTRT2133668A du 16 novembre 2021 fixant la liste des agents biologiques pathogènes publiée au journal officiel le 9 décembre 2021. Cet arrêté modifie la législation concernant les souches de Francisella tularensis. Il fait apparaitre qu’au sein de l’espèce F. tularensis seule la sous-espèce tularensis est catégorisée en pathogène de classe 3 et reclasse les autres sous-espèces (holarctica, mediasiatica et novicida) en pathogène de classe 2, comme cela était déjà le cas dans la règlementation européenne depuis 2019. Francisella reste cependant soumis à la règlementation MOT.

Note

Horaires et contact du secrétariat

Réception des échantillons

Du lundi au vendredi, de 8h à 18h
Le samedi de 8h à 13h

Contact pour les professionnels de santé

  • Mail : cnr-francisella@chu-grenoble.fr
  • Courrier/Adresse : 
    • CHU Grenoble Alpes
      CNR des Francisella
      Laboratoire de Bactériologie - Institut de Biologie et Pathologie
      CS 10217
      38043 Grenoble cedex 9
  • Envoi d’échantillons biologiques :
    • CHU Grenoble Alpes
      CENTRE NATIONAL DE REFERENCE DES FRANCISELLA
      Laboratoire de Bactériologie-Hygiène hospitalière
      Institut de Biologie et Pathologie (3ème étage)
      Boulevard de la Chantourne, 38700 LA TRONCHE
  • Tél. Secrétariat : 04 76 76 54 79 (ouvert du lundi au vendredi, de 9h à 17h
  • Fax : 04 76 76 52 28
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Accès au service

L’expertise du CNR est dédiée aux professionnels de Santé. Aucun accueil de patient n’est réalisé.

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